Czy wiesz, że inne czynniki poza IgG mogą wpływać na zdrowe jelita cieląt? Oligosacharydy w siarze i mleku przejściowym służą jako potencjalne mediatory zdrowych jelit cieląt. W tym wydaniu The Colostrum Counsel wyjaśnimy, w jaki sposób te czynniki wpływają na optymalizację ogólnego stanu zdrowia cieląt.

The Colostrum Counsel: Oligosacharydy wyjaśnione

Cielęta polegają na terminowym karmieniu dobrej jakości siarą, aby zapewnić im odporność bierną, ponieważ nie ma transferu immunoglobulin od matki do cielęcia w macicy. Ze względu na znaczenie odporności biernej, większość badań nad siarą bydlęcą i mlekiem przejściowym koncentrowała się na ilości i jakości IgG. Jednak siara jest również bogata w dodatkowe składniki odżywcze i czynniki bioaktywne, które są niezbędne do prawidłowego rozwoju i dojrzewania jelit. Czynniki te dopiero zaczynają zyskiwać popularność w dziedzinie badań nad siarą. Wśród tych bioaktywnych czynników są oligosacharydy (OS). Cząsteczki te są zasadniczo "cukrami prostymi" i postawiono hipotezę, że odgrywają kluczową rolę w rozwoju jelit noworodka. W szczególności OS pomagają w tworzeniu zdrowych bakterii jelitowych, hamują bakterie chorobotwórcze, a także mogą zwiększać wchłanianie IgG z siary do krwi.

Struktury i stężenia w siarze

Jak wspomniano wcześniej, OS są prostymi związkami cukrowymi, których rdzeń stanowi laktoza. W celu stworzenia strukturalnie różnych cząsteczek, do rdzenia laktozy w gruczole mlekowym dodawane są reszty fukozy (ładunek obojętny) lub kwasu sialowego (ładunek kwaśny). W bydlęcej siarze i mleku zidentyfikowano około 40 różnych związków OS, przy czym większość (>70%) bydlęcych OS ma przyłączoną resztę kwasu sialowego (Tao i in., 2008; rysunek 1). Bydlęce OS różnią się od OS wytwarzanych przez ludzi, ponieważ łańcuchy węglowe ludzkich OS są dłuższe i tylko niewielka ich ilość (5-15%) ma przyłączoną grupę kwasu sialowego (Ninonuevo i in., 2006).

Najobficiej występującym OS w siarze bydlęcej jest 3'sialilolaktoza (3'SL), której stężenie w siarze jest 4 razy wyższe w porównaniu z mlekiem dojrzałym, a następnie 6'sialilolaktozamina (6'SLN) z drugim najwyższym stężeniem (Martin-Sosa i in., 2003; rysunek 1). W przeciwieństwie do IgG, stężenie OS nie spada tak szybko po udoju siary. W rzeczywistości wykazano, że 3'SL, 6'SLN i 6'sialilolaktoza (6'SL) mają wyższe stężenia w 2 dni po wycieleniu w porównaniu do 7 dni po wycieleniu (Nakamura i in., 2003; Rysunek 2).

Większość gospodarstw często podaje 1-2 posiłki siary po urodzeniu, po których następuje natychmiastowe przejście na preparat mlekozastępczy lub mleko pełne. Podwyższone stężenie OS, wraz z obfitością dodatkowych bioaktywnych cząsteczek w mleku przejściowym (udoje 2-6) pokazują, że karmienie mlekiem przejściowym może mieć wartość dla zdrowia jelit młodych cieląt w gospodarstwie.

Funkcje oligosacharydów

Większość OS może szybko dotrzeć do jelita grubego, ponieważ są one odporne na kwaśne pH żołądka i nie mogą być rozkładane przez żaden z enzymów jelitowych cielęcia. Większość badaczy zakładała, że większość OS dociera do jelita grubego w nienaruszonym stanie, jednak Janschter-Krenn i wsp. (2013) wykazali, że związki te mogą faktycznie zmieniać strukturę i mogą również odgrywać rolę w jelicie cienkim. Co więc dokładnie robią te małe cukry proste w jelicie cienkim i grubym?

Źródło energii dla zdrowych bakterii jelitowych

Kilka korzystnych grup bakterii w jelicie cienkim i okrężnicy ma wiele enzymów, które pozwalają im rozkładać OS i wykorzystywać je jako źródło energii. Wykazano, że pożyteczne bakterie Bifidobacteria mogą spożywać 3'SL, główny OS w siarze bydlęcej, w celu promowania jej wzrostu (Yu i in., 2013). Co więcej, ostatnie badania wykazały, że nowonarodzone cielęta mają większą ilość Bifidobacteria w jelicie cienkim, gdy wyższe stężenia OS są dostarczane w siarze (Fischer i in., 2018; Malmuthuge i in., 2015).

Większa ilość Bifidobacteria w jelicie cielęcym prawdopodobnie przyczynia się do ogólnie zdrowej społeczności bakterii jelitowych, ponieważ są one w stanie wytwarzać krótkołańcuchowe kwasy tłuszczowe, które mają pozytywny wpływ na komórki okrężnicy, a także stabilizują barierę śluzówkową jelita i poprawiają układ odpornościowy jelita, aby zapobiec przerostowi bakterii chorobotwórczych (Picard i in., 2005; Yasui i in., 1995; Boffa i in., 1992). Dodatkowo, inna korzystna grupa, znana jako Bacteroides, może w wyjątkowy sposób wykorzystywać część kwasu sialowego OS do promowania ich wzrostu i osiedlania się w jelitach noworodków (Marcobal i in., 2011).

Hamowanie rozwoju bakterii chorobotwórczych

Oprócz promowania wzrostu pożytecznych bakterii, wykazano również, że OS zapobiegają osiedlaniu się bakterii chorobotwórczych w jelitach. Aby zaatakować tkanki gospodarza, patogeny muszą wiązać się z cukrami, które są strukturalnie podobne do OS, znanymi jako "glikany gospodarza", na powierzchni komórek jelitowych. Ponieważ struktury glikanów oraz OS siary i mleka są tak podobne, OS mogą działać jako "wabiki receptorów" i wiązać się z patogenem. Hamuje to ich zdolność do wiązania się z gospodarzem i powodowania późniejszych infekcji i chorób (Zivkovic i in., 2011). W szczególności wykazano, że dwa z głównych OS w siarze bydlęcej i mleku przejściowym, 6'SL i 6'SLN, mogą blokować wiązanie enterotoksycznych E. coli (Martin i in., 2002). Dodatkowe OS w siarze i mleku mogą również wiązać się z rotawirusem (Huang et al., 2012), Vibrio cholera (Coppa et al., 2006) i Streptococcus pneumoniae (Andersson et al., 1986), co pokazuje ich zróżnicowaną zdolność do utrzymania zdrowej i zrównoważonej społeczności drobnoustrojów jelitowych.

Wzmocnienie funkcji układu odpornościowego

Jak wspomniano wcześniej, pożyteczne bakterie jelitowe mogą wykorzystywać siarę i OS mleka, co pozwala im pozytywnie regulować układ odpornościowy na wiele sposobów. Na przykład, bakterie spożywające OS indukują wyższą ekspresję związków przeciwzapalnych i zmniejszają związki prozapalne, w porównaniu do bakterii spożywających alternatywne źródło energii (Chiclowski et al., 2012). Bakterie rosnące na OS mogą również regulować w górę ilość białek połączeń ścisłych między komórkami jelitowymi, co zasadniczo oznacza, że "zacieśniają" szczeliny, dzięki czemu bakterie chorobotwórcze nie mogą przedostać się między komórkami jelitowymi i dostać się do krwiobiegu (Chiclowski i in., 2012; Ewaschuk i in., 2008).

Jednym z fascynujących aspektów dotyczących części kwasu sialowego OS jest to, że gdy kwas sialowy jest związany z jelitem, może faktycznie zwiększać wiązanie IgG z komórką jelitową, a także jej wchłanianie do komórki (Gill i in., 1999). Może to wyjaśniać, dlaczego siara bydlęca zawiera tak dużą ilość OS z resztami kwasu sialowego w porównaniu z ludzką siarą, w której tylko niewielka część zawiera kwas sialowy. U ludzi występuje bierny transfer immunoglobulin podczas ciąży od matki do płodu, podczas gdy u bydła cielę może uzyskać IgG tylko z siary, ponieważ nie ma biernego transferu podczas ciąży. W związku z tym, ponieważ bierny transfer IgG jest jednym z najważniejszych czynników promujących zdrowie i przeżycie nowonarodzonego cielęcia, wysoka zawartość kwasu sialowego w siarze może w rzeczywistości pomagać IgG w uzyskaniu dostępu do krwiobiegu cielęcia - uruchamiając układ odpornościowy.

A co z mannan-oligosacharydami?

Mannan-oligosacharydy (MOS) są często podawane cielętom w preparatach mlekozastępczych (np. Bio-Mos®) w pierwszych tygodniach życia. W przeciwieństwie do OS pochodzących od bydła, mannan-OS pochodzą ze ściany komórkowej drożdży, a mianowicie Saccharomyces cerevisiae. Mannan-OS mają strukturę przypominającą szczotkę, która pozwala im przyczepiać się do bakterii chorobotwórczych, takich jak Salmonella i E. coli, blokując w ten sposób ich wiązanie się ze ścianą komórkową jelita i powodując późniejszą infekcję. Cielęta karmione MOS w preparacie mlekozastępczym wykazują zmniejszenie liczby E. coli w kale (Jacques i in., 1994), poprawę wyników w kale (Morrison i in., 2010) i lepsze wyniki wzrostu (Sellars i in., 1997).

Ze względu na pozytywne efekty zaobserwowane w przypadku suplementacji preparatem mlekozastępczym, badacze starali się ustalić, czy podobne efekty można zaobserwować również w przypadku suplementacji siary lub preparatu zastępującego siarę. Niestety, badanie, w którym suplementowano MOS w preparacie zastępującym siarę, nie wykazało wpływu na bierny transfer w 24-godzinnym okresie życia ani na występowanie chorób (Robichaud i in., 2014).

Co więcej, dodatkowe niedawne badania, w których uzupełniono MOS w świeżej siarze bydlęcej, faktycznie wykazały negatywny wpływ na bierny transfer w porównaniu z cielętami karmionymi nieuzupełnioną siarą (Brady i in., 2015; Short i in., 2016). Struktura oligosacharydu jest głównym wyznacznikiem funkcji biologicznej, a jelita cieląt są ewolucyjnie dostosowane do reagowania na związki wydzielane przez matkę do siary. Ponieważ OS pochodzące od bydła są "bardziej naturalne" dla nowonarodzonego cielęcia mlecznego, możliwe jest, że ich suplementacja w pierwszych dniach życia może prowadzić do zwiększonej odporności biernej i lepszego zdrowia jelit w porównaniu do tych suplementowanych MOS.

Przesłanie do domu

Wysoka zawartość oligosacharydów produkowanych przez matkę w siarze i mleku przejściowym może mieć pozytywny wpływ na zdrowie jelit, w szczególności działając jako źródło energii dla zdrowych bakterii jelitowych, hamując patogeny i wzmacniając układ odpornościowy. Dlatego karmienie mlekiem przejściowym lub mlekiem uzupełnionym wysokiej jakości preparatem zastępującym siarę może zapewnić zwiększoną ochronę jelit nowonarodzonego cielęcia. Dodatkowe badania powinny skupić się na możliwości uzupełnienia OS w tradycyjnych preparatach mlekozastępczych, a nawet w mleku pełnym, aby zapewnić maksymalną ochronę jelit nowonarodzonego cielęcia.

Liczby

Rysunek 1.
Struktury dwóch najobficiej występujących oligosacharydów w siarze bydlęcej i mleku przejściowym.

Rysunek 2.
W badaniu przeprowadzonym przez Nakamurę i wsp. (2003) określono stężenie podstawowych oligosacharydów (3'SL, 6'SL i 6'SLN) w siarze, mleku przejściowym i mleku dojrzałym.

Amanda Fischer, MSc.

SCCL i asystent naukowy na Uniwersytecie Alberty
[email protected]

Referencje
Andersson, B., O. Porras, L.A. Hanson, T. Lagergard i C. Svanborg-Eden. 1986. Inhibition of attachment of Streptococcus pneumoniae and Haemophilus influenzae by human milk and receptor oligosaccharides. J. Infect. Dis. 153:232-237.
Boffa, L.C., J.R. Lupton i M.R. Mariani. 1992. Modulation of colonic epithelial cell proliferation, histone acetylation, and luminal short chain fatty acids by variation of dietary fibre (wheat bran) in rats. Cancer Res. 52:5906-5912.
Brady, M.P., S.M. Godden i D.M. Haines. 2015. Uzupełnianie świeżej siary bydlęcej węglowodanami aktywnymi w jelitach zmniejsza bierny transfer immunoglobuliny G u cieląt rasy Holstein. J. Dairy Sci. 98:6415-6422.
Chiclowski, M., G. De Lartigue, J.B. German, H.E. Raybould i D.A. Mills. 2012. Bifidobacteria izolowane od niemowląt i hodowane na oligosacharydach mleka ludzkiego wpływają na funkcję nabłonka jelitowego. J. Pediatr. Gastroenterol. Nutr. 55:321-327.
Coppa, G.V., L. Zampini, T. Galeazzi, B. Facinelli, L. Ferrante, R. Capretti i G. Orazio. 2006. Human milk oligosaccharides inhibit the adhesion to Caco-2 cells of diarrheal pathogens: Escherichia coli, Vibrio cholerae i Salmonella fyris. Pediatr. Res. 59:377-382.
Ewaschuk, J.B., H. Diaz, L. Meddings, B. Diederichs, A. Dmytrash, J. Backer, M. Looijer-van Langen i K.L. Madsen. 2008. Secreted bioactive factors from Bifidobacterium infantis enhance epithelial cell barrier function. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 295:G1025-G1034.
Fischer, A.J., N. Malmuthuge, L.L. Guan i M.A. Steele. 2018. Short Communication: The effect of heat treatment of bovine colostrum on the concentrations of oligosaccharides in colostrum and in the intestine of neonatal male Holstein calves. J. Dairy Sci. 101:401-407.
Gill, R.K., S. Mahmood i J.P. Nagpaul. 1999. Functional role of sialic acid in IgG binding to microvillus membranes in neonatal rate intestine. Biol. Neonate. 76:55-64.
Huang, P., M. Xia, M. Tan, W. Zhong, C. Wei, L. Wang, A. Morrow i X. Jiang. 2012. Spike protein VP8* of human rotavirus recognizes histo-blood group antigens in a type-specific manner. J. Virol. 86:4833-4843.
Jacques, K.A. i K.E. Newman. 1994. Wpływ suplementów oligosacharydowych na wydajność i zdrowie cieląt rasy holsztyńskiej przed i po odsadzeniu. J. Anim. Sci. 72(Suppl 1): 295.
Jantscher-Krenn, E., C. Marx i L. Bode. 2013. Oligosacharydy mleka ludzkiego są różnie metabolizowane u noworodków szczurów. Br. J. Nutr. 110:640-650.
Malmuthuge, N., Y. Chen, G. Liang, L.A. Goonewardene i L.L. Guan. 2015. Karmienie siarą poddaną obróbce cieplnej promuje kolonizację korzystnych bakterii w jelicie cienkim nowonarodzonych cieląt. J. Dairy Sci. 98:8044-8053.
Marcobal, A., M. Barboza, E.D. Sonnenburg, N. Pudlo, E.C. Martens, P. Desai, C.B. Lebrilla, B.C. Weimer, D.A. Mills, J.B. German i J.L. Sonnenburg. 2011. Bacteroides in the infant gut consume milk oligosaccharides via mucus-utilization pathways. Cell Host Microbe. 10:507-514.
Martin, M.J., A. Martin-Sosa i P. Hueso. 2002. The sialylated fraction of milk oligosaccharides is partially responsible for binding to enterotoxigenic and uropathogenic Escherichia coli in human strains. J. Nutr. 132:3067-3072.
Martin-Sosa, S., M.J. Martin, L.A. Garcia-Pardo i P. Hueso. 2003. Sialyloligosacharydy w mleku ludzkim i bydlęcym oraz w preparatach dla niemowląt: zmiany wraz z postępem laktacji. J. Dairy Sci. 86:52-59.
Morrison, S.J., S. Dawson i A.F. Carson. 2010. The effects of mannan oligosaccharide and Streptococcus faecium addition to milk replacer on calf health and performance. Livest. Sci. 131:292-296.
Nakamura, T., K. Kimura, Y. Watanabe, M. Ohtani, I Arai i T. Urashima. (2003). Concentrations of sialyloligosaccharides in bovine colostrum and milk during the prepartum and early lactation. J. Dairy Sci. 86, 1315-1320.
Krajowy System Monitorowania Zdrowia Zwierząt. 2011. Dairy Heifer Raiser, 2011. US Dept. of Agric-Anim. and Plant Health Insp. Serv.-Vet. Serv., Ft. Collins, CO.
Ninonuevo, M.R., Y. Park, H. Yin, J. Zhang, R.E. Ward, B.H. Clowers, J.B. German, S.L. Freeman, K. Killeen, R. Grimm i C.B. Lebrilla. 2006. A strategy for annotating the human milk glycome. J. Agric. Food Chem. 54(20):7471-7480.
Picard, C., J. Fioramonti, A. Francois, T. Robinson, F. Neant i C. Matuchansky. 2005. Review article: Bifidobacteria as probiotic agents- physiological effects and clinical benefits. Aliment. Pharmacol. Ther. 22:495-512.
Robichaud, M., S.M. Godden, D.M. Haines, D.B. Haley, D.L. Pearl, J. Rushen i S. LeBlanc. 2014. Dodanie węglowodanów aktywnych w jelitach do preparatu zastępującego siarę nie poprawia biernego transferu immunoglobuliny G u cieląt rasy Holstein. J. Dairy Sci. 97:5700-5708.
Sellars, K., M. Burril, J. Trei, K.E. Newman i K.A. Jacques. 1997. Effect of mannan oligosaccharide supplementation on performance and health of Holstein calves. J. Dairy Sci. 80(Suppl. 1): 188.
Short, D.M., D.A. Moore i W.M. Sischo. 2016. Randomizowane badanie kliniczne oceniające wpływ oligosacharydów na przenoszenie odporności biernej u nowonarodzonych cieląt mlecznych. J. Vet. Intern. Med. 30:1381-1389.
Tao, N., E.J. DePeters, S. Freeman, J.B. German, R. Grimm i C.B. Lebrilla. 2008. Bovine milk glycome. J. Dairy Sci. 91:3768-3778.
Yasui, H., J. Kiyoshima i H. Ushijima. 1995. Passive protection against Rotavirus-induced diarrhea of mouse pups born to and nursed by damed feeding Bifidobacteria breve YIT4064. J. Infect. Dis. 172(2):403-409.
Yu, Z-T., C. Chen i D.S. Newburg. 2013. Utilization of major fucosylated and sialylated human milk oligosaccharides by isolated human gut microbes. Glycobiology. 23(11):1281-1292.
Zivkovic, A.M., J.B. German, C.B. Lebrilla i D.A. Mills. 2011. Human milk glycobiome and its impact on the infant gastrointestinal microbiota. PNAS. 108(1):4653-4658.